Chlamydophila psittaci é uma bactéria que causa doença respiratória ou sistêmica em aves e em seres humanos. Em vista do risco de transmissão para humanos, o objetivo deste estudo foi detectar a presença de Chlamydophila spp. em amostras de fezes ou suabes cloacais de aves assintomáticas. Foram colhidas 403 amostras fecais ou suabes cloacais, provenientes de aves domésticas, selvagens ou exóticas. As amostras foram submetidas à PCR em tempo real para C. psittaci, para amplificação de fragmento parcial do gene da subunidade 16S do rRNA, utilizando o SsoFastTM EvaGreen® Supermix (Bio-Rad) e análise da curva de dissociação. Para determinação do genótipo de C. psittaci, foi usada a hemi-nested PCR visando à amplificação de fragmento parcial do gene OMP-A, realizada nas amostras positivas pela PCR em tempo real, seguida de sequenciamento dos fragmentos amplificados. A PCR em tempo real revelou positividade em 17 (4,21%) amostras. A hemi-nested foi positiva em 2 amostras positivas pela PCR em tempo real. O genótipo A de C. psittaci foi identificado pelo sequenciamento de uma amostra amplificada pela hemi-nested PCR. Os resultados deste experimento demonstram que a PCR em tempo real, visando à amplificação de fragmento parcial da subunidade 16S do rRNA, seguida da análise da curva de dissociação, pode ser utilizada para detecção de DNA de Chlamydophila sp. em amostras fecais de aves assintomáticas. A classificação da espécie de Chlamydophila e do genótipo de C. psittaci deve ser realizada por meio de PCR tendo como alvo o gene ompA e sequenciamento dos fragmentos amplificados.

Chlamydophila psittaci is a bacterium that causes respiratory or systemic disease in birds and humans. Owing to the risk of transmission from asymptomatic birds to humans, the objective of this study was to detect the presence of Chlamydophila spp. in asymptomatic birds. Four hundred and three fecal samples or cloacal swabs were collected from domestic, wild or exotic birds. The 403 samples were examined by real time PCR specific for the 16S subunit of rRNA gene using SsoFastEvaGreen®SupermixTM (Bio-Rad) and melting curve analysis. Hemi-nested PCR specific for the OMP-A gene, accomplished in real-time PCR positive samples, was followed by sequencing of the amplified fragments to determine the genotype of C. psittaci. Real-time PCR was positive in 17 (4.21%) samples. Hemi-nested PCR revealed positivity in two samples previously positive by real-time PCR. Sequencing of the fragment amplified by hemi-nested PCR allowed for the identification of genotype A of C. psittaci in one sample. The results of this experiment show that the real-time PCR targeting the 16S rRNA gene followed by melting curve analysis can be used for diagnosis of Chlamydophila sp. in fecal samples of asymptomatic birds. The classification of the Chlamydophila species and the genotype of C. psittaci must be accomplished by PCR targeting the ompA gene and sequencing of the amplified fragments.

Com o objetivo de analisar a resposta sorológica à leptospirose, utilizando-se da técnica de Soroaglutinação Microscópica (SAM), no período de 2008 a 2009, foram avaliadas 72 amostras de soros de mamíferos silvestres pertencentes ao Parque Zoológico Municipal de Bauru. Destes, 60 (83,3%) foram reagentes aos seguintes sorovares: Pyrogenes (15,2%); Pomona (9,4%); Autumnalis (8,9%); Whitcombi (6,8%); Tarassovi (6,3%); Hardjo (5,7%); Butembo e Bratislava (4,7%); Wolffi (4,2%); Copenhageni (3,7%); Javanica, Hardjobovis e Hardjo prajitno (3,1%); Hebdomadis e Australis (2,6%); Canicola, Cynopteri e Djasiman (2,1%); Icterohaemorraghiae e Hardjominiswajezak (1,6%); Castellonis, Bataviae, Sentot, Gryppotyphosa e HardjoCTG, (1,0%); Panamá e Andamana, (0,5%). Além dos animais silvestres, foram analisados 50 soros de roedores sinantrópicos, capturados no interior do Parque, onde 48 (96%) foram reagentes à leptospirose. Os sorovares prevalentes foram: Bratislava (14,1%); Cynopteri (11,4%); Butembo (10,3%); Autumnalis (9,2%); Pyrogenes (8,7%); Hardjo miniswajezak (7,6%), Australis (5,4%), Hardjo (4,9%); Hardjo prajitno (3,8%), Djasiman e HardjoCTG (3,3%), Whitcombi, Copenhageni e Tarassovi (2,7%), Pomona e Shermani (2,2%), Canicola (1,1%), Castellonis, Bataviae, Gryppotyphosa, Panama, Wolffi, Andamana, Patoc e Hardjobovis (0,5%). Os resultados obtidos demonstraram a necessidade do monitoramento sorológico contínuo dos animais do zoo, e adoção de medidas de controle frente à leptospirose, tais como a verificação de pontos de alagamento nos recintos e o controle de roedores, visando a não disseminação desta zoonose no ambiente do parque.

Aiming to analyze the antibody response to leptospirosis the microscopic agglutination test (MAT) was used in the period 2008 to 2009. Seventy-two serum samples from wild mammals belonging to the Bauru Municipal Zoological Park, state of São Paulo, Brazil, were tested. Of these, 60 (83.3%) were reactive to the following serovars: Pyrogenes (15.2%), Pomona (9.4%), Autumnalis (8.9%); Whitcomb (6.8%); Tarassovi (6.3%); Hardjo (5.7%); Butembo and Bratislava (4.7%); Wolffi (4.2%); Copenhageni (3.7%), Javanica, Hardjobovis and Hardjo prajitno (3.1%); Hebdomadis and Australis (2.6%); Canicola, Cynopteri and Djasiman (2.1%); Icterohaemorraghiae and Hardjominiswajezak (1.6%); Castellonis, Bataviae, Sentot, Gryppotyphosa and HardjoCTG (1.0%); Andamana and Panama (0.5%). The animals showed no evidence of antibodies to serovars Shermani and Patoc. Besides the wildlife, 50 sera were analyzed from synanthropic rodents captured inside the park, where 48 (96%) were positive to leptospirosis. The reactive serotypes were: Bratislava (14.1%); Cynopteri (11.4%); Butembo (10.3%), Autumnalis (9.2%); Pyrogenes (8.7%); Hardjo miniswajezak (7.6%); Australis (5.4%); Hardjo (4.9%); Hardjo prajitno (3.8%); Djasiman and HardjoCTG (3.3%); Whitcombi, Copenhageni and Tarassovi (2.7%); Pomona and Shermani (2.2%); Canicola (1.1%); Castellonis, Bataviae, Gryppotyphosa, Panama, Wolffi, Andamana, Patoc and Hardjobovis (0.5%). Serovars Sentot, Hebdomadis, Icterohaemorraghiae and Javanica were negative. The results demonstrated the need for serological monitoring of animals in the zoo, and adoption of control measures against this zoonotic disease, such as checking points of flooding and rodent control in order to prevent the spread of this zoonotic disease in the environment of the park.